El hemocultivo es el principal método de diagnóstico para identificar microorganismos en el torrente sanguíneo de un paciente con sospecha de bacteriemia/fungemia1. De acuerdo con la Organización Mundial de la Salud, cada año, aproximadamente 49 millones de personas en el mundo sufren un episodio de sepsis, de estos, 11 millones fallecen por esta causa2. Existe evidencia de que la identificación temprana y el manejo adecuado en las horas iniciales al desarrollo de sepsis se asocian con mejores resultados en el desenlace clínico del paciente3.
La calidad y el valor clínico de los resultados de los hemocultivos depende del cumplimiento de las recomendaciones de recolección.

Principios de la toma muestras para hemocultivos

1. Extraer hemocultivos cuando exista sospecha clínica de infección del torrente sanguíneo, endocarditis, neutropenia febril, fiebre sin fuente identificada, etc.
2. En pacientes adultos, se recomienda que cada toma de hemocultivos incluya al menos 2 sets de hemocultivos (Set= 1 botella para aerobios y 1 botella para anaerobios), de diferentes sitios de punción, tomados en forma simultánea, idealmente, antes de administrar antibióticos. En pacientes pediátricos tome 1 o 2 botellas para aerobios (considere el envío de botella para anaerobios cuando sea clínicamente relevante)
3. Extraer 20-30 mL de sangre por toma, en pacientes adultos (10-15 mL por botella de hemocultivo). En recién nacidos y pacientes pediátricos, el volumen extraído no debe ser mayor a 1% del volumen total de sangre del paciente. El volumen de sangre es una variable clave para la recuperación efectiva de microorganismos patógenos presentes en la sangre
4. Cuando un conjunto de 2 a 3 sets de hemocultivos se reporta negativo después de 24 a 48 horas de incubación y el paciente continua con síntomas sugestivos de sepsis, se pueden recolectar 2 a 3 sets de hemocultivos adicionales
5. No extraer sangre de catéteres existentes a menos que se sospeche que la vía está infectada en este caso debe acompañarse de un hemocultivo periférico de diferente sitio de punción
6. No envíe puntas de catéter para cultivo sin un hemocultivo periférico adjunto 
7. No se deben realizar hemocultivos de seguimiento dentro de los 2-5 días posteriores al diagnóstico confirmatorio
8. El cultivo de sangre arterial no ofrece ninguna ventaja sobre las muestras venosas y aumenta el riesgo de falsos positivos.

Procedimiento de recolección de hemocultivos de sangre periférica

1. Identificar correctamente al paciente (nombre completo, apellidos y fecha de nacimiento)
2. Explicar al paciente el procedimiento que se va a realizar
3. Cumplir las precauciones estándar para disminuir el riesgo de transmisión de patógenos de la sangre
4. El personal de salud que realizará la toma de muestra debe tener las uñas cortas, sin esmalte, sin joyas y/o reloj en manos y muñecas
5. Realizar higiene de manos con agua y jabón o con alcohol gel al 70% y posteriormente colocarse guantes
6. Colocar el torniquete y seleccionar los sitios de venopunción
7. Verificar que cuenta con el material completo y correcto para llevar a cabo la toma de muestra
8. Revisar las botellas de hemocultivos en busca de evidencia de daño, deterioro o contaminación. No utilice una botella que contenga medios que muestren turbidez o exceso de presión de gas. Revise la fecha de caducidad.
9. En caso del que el paciente tenga venoclisis (soluciones o antibióticos), cerrar las bombas de infusión por 5 minutos, con previo aviso. Purgar 10 mL de sangre con una botella de hemocultivo BacT/ALERT PF Plus Pediátrica
10. Retirar los guantes con los que manipuló el material
11. Realizar higiene de manos con alcohol gel 70% y posteriormente colocarse guantes nuevos
12. Realizar la antisepsia de la piel de la zona a puncionar con alcohol isopropílico al 70% durante 30 segundos en círculos concéntricos desde el punto de punción cubriendo un área circular de 5 cm de diámetro, dejar secar completamente (30 segundos)
13. Aplicar clorhexidina acuosa 2% (en >2 años) durante 30 segundos mediante fricción ligera con movimientos adelante y atrás (barrido) abarcando el punto de punción y cubriendo un área circundante >=2 cm. (en lugar de clorhexidina se puede utilizar tintura de iodo o povidona iodada, se requieren 30 segundos para la tintura de iodo y 1.5 a 2 minutos para la povidona iodada. El iodo debe ser removido de la piel después de completado el proceso)
14. No volver a tocar la zona de punción
15. Retirar el tapón protector de los frascos de hemocultivo, desinfectar el tapón de caucho con alcohol al 70%, y dejar secar 1 minuto al aire antes de inocular
16. Insertar la aguja en el sitio seleccionado y extraer la sangre
17. Orden de llenado de las botellas: si utiliza un sistema cerrado o jeringa y aguja, llenar primero la botella naranja (anaerobia) y en segundo lugar la botella verde (aerobia); si utiliza un sistema alado el orden de las botellas se invierte primero botella verde (aerobia) y después la botella naranja (anaerobia)
18. Retire el torniquete
19. Colocar la torunda en el sitio de la punción, mantener con presión por unos minutos y colocar una vendita adhesiva
20. Invertir lentamente en varias ocasiones los frascos para mezclar la sangre y el medio de cultivo
21. Etiquetar los frascos de hemocultivos, evitar cubrir las etiquetas de código de barras o número de lote
22. Colocar la hora exacta de la toma de muestra, servicio y sitio de punción 
23. Realizar higiene de manos con alcohol gel 70%
24. Transportar las muestras inmediatamente y a temperatura ambiente al área de microbiología (dentro de las 2 horas posteriores a la extracción

Referencias

1. Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica. Diagnóstico microbiológico de la bacteriemia y la fungemia: hemocultivos y métodos moleculares. España 2017
2. World Health Organization. Sepsis. Disponible en: https://www.who.int/health-topics/sepsis#tab=tab_1
3. Evans E., Rhodes A., Alhazzani W., Antonelli M., Coopersmith CM., French C. Surviving Sepsis Campaign: International Guidelines for Management of Sepsis and Septic Shock 2021. Critical Care Medicine 49(11):p e1063-e1143, November 2021
4. Ntusi N., Aubin L., Oliver S., Whitelaw A., & Mendelson M. Guideline for the optimal use of blood cultures. SAMJ: South African Medical Journal, 2010, 100(12), 839-843. Disponible en: http://www.scielo.org.za/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0256-95742010001200026
5. Infectious diseases Society of America. A Guide to Utilization of the Microbiology Laboratory for Diagnosis of Infectious Diseases: 2018 Update by the Infectious Diseases Society of America and the American Society for Microbiology. Vol 67, Issue 6
6. CLSI. M47 Principles and procedures for blood cultures. 2nd edition. 2022